Національна академія наук україни інститут фізіології ім. О. О. Богомольця



Сторінка5/8
Дата конвертації18.06.2017
Розмір1.34 Mb.
1   2   3   4   5   6   7   8
РОЗДІЛ 4
ОБГОВОРЕННЯ РЕЗУЛЬТАТІВ ДОСЛІДЖЕННЯ
У лабораторії Фріденштейна О.Я. в 70-х рр. ХХ ст. вперше виділили з кісткового мозку щурів, мурчаків і людини, успішно культивували і описали фібробластоподібні клітини, що отримали в подальшому назву мультипотентні мезенхімальні стромальні клітини [128-129]. Крім кісткового мозку, ММСК або ММСК-подібні клітини були виділені з безлічі інших тканин – скелетного м'яза [239], жирової тканини [255-256], пупкового канатика [124], синовіальної оболонки [112], периферичної крові [168], пульпи зуба [138], амніотичної рідини [204, 227], а також з ембріональних і фетальних тканин: крові, печінки, кісткового мозку і легень [91, 125, 193].

Відомо, що МСК здатні до самовідтворення, а також до диференціації в різні типи тканин мезенхімального та іншого походження, включаючи остеоцити, хондроцити, гепатоцити, адипоцити, нейрони, м’язові, епітеліальні клітини [154, 170, 200] в залежності від мікрооточення або факторів диференціювання. Показано, що МСК мають протизапальну та імуномодулювальну дію [34, 106, 191]. Завдяки своїм властивостям МСК нині знаходять усе більш широке використання в регенеративній медицині, трансплантології та тканинній інженерії [3, 120, 209].

Cучасні технології надають широкі можливості для контрольованої зміни параметрів культивування різних типів клітин. Однак найчастіше ці зміни стосуються хімічних компонентів живильного середовища (вмісту поживних речовин, факторів росту, солей і амінокислот). Газовий склад традиційно залишається найбільш консервативним параметром при культивуванні, при цьому рівень СО2 наближається до тканинного, тоді як вміст кисню в звичайних СО2-інкубаторах відповідає Ро2 в атмосферному повітрі (близько 159 мм рт. ст., що еквівалентно 21%). Питання про те, яка концентрація О2 є фізіологічною для клітин in vitro, активно обговорюється в науковій літературі [12, 45, 49, 189]. У зв'язку з цим робляться спроби вивчення стану культивованих клітин при різному вмісті кисню. Однак немає єдиної думки про те, яку концентрацію кисню треба використовувати, який час клітини повинні піддаватися впливу зміненого вмісту кисню, як при цьому слід враховувати такі фактори, як склад середовища, щільність субкультивування клітин та ін. В організмі концентрація О2 значно нижча, ніж в атмосферному повітрі, а саме: в альвеолах – 15%, у венозній крові – 5%, у кістковому мозку концентрація О2 варіює від 1 до 7% [111]. Культивування фібробластоподібних клітин лінії 4BL людини в умовах зниженого Ро2 23, 38 і 76 мм рт. ст., що еквівалентно 3, 5 і 10% О2, обрана нами як модель, що відповідає фізіологічному середньотканинному рівню кисню.

Культивування клітин лінії 4BL, що мають властивості ММСК, при зниженій концентрації кисню (3%) протягом 24-х годин призводило до 2-кратного зменшення кількості клітин відносно контролю на третю добу, проте морфологічних ознак дегенерації цих клітин не виявлено (див. рис. 3.2.1.1 і 3.2.1.2). З літературних даних відомо, що низьке напруження О2 8-23 мм рт. ст. (1 і 3%) може стабілізувати частку МСК людини у стані спокою [176]. Цим можна пояснити зниження проліферації і диференціації МСК при зазначених концентраціях кисню.

Штучні газові суміші зі зниженим Ро2 38 і 76 мм рт. ст, що подавалися у І режимі (24 год безперервно) – не впливали на інтенсивність проліферації досліджуваних клітин, проте спостерігалась тенденція до зростання. ІІ режим подачі газової суміші (8 год/добу, 3 доби) зі зниженим Ро2 38 і 76 мм рт. ст – вірогідно підвищував проліферацію соматичних клітин людини лінії 4BL на 27 і 45% відповідно порівняно з контролем на 4-ту добу культивування.

Аналіз ступеня взаємозв`язків між проліферацією клітин лінії 4BL людини і рівнем Ро2 І-го режиму, при якому росли клітини, виявив високу позитивну кореляцію (r=0,87) на 3-тю добу і середню позитивну (r=0,69) на 4-ту добу культивування (рис. 4.1).




24 год безперервно (І)

N•103, клітин/мл




Ро2, мм рт. ст.


8 год/добу × 3 доби = 24 год (ІІ)

N•103, клітин/мл




Ро2, мм рт. ст.

Рис. 4.1. Кореляційні зв’язки між активністю проліферації клітин лінії 4BL людини та зниженням Ро2 у безперервному (І) та переривчастому (ІІ) режимах. *р<0,05 – статистична вірогідність порівняно з контролем
Слід зазначити, що Ро2 159 мм рт. ст. є контрольним значенням, що відповідає рівню кисню у атмосфері. Показано негативний середній кореляційний зв`язок (r=-0,60) між кількістю клітин та ІІ режимом подачі газової суміші з різним рівнем Ро2 на 4-ту добу і середній позитивний (r=0,5) – на 3-тю добу культивування (див. рис. 4.1).


А, МО/л
Виявлено високий ступінь позитивної кореляції (r=0,95) між активністю ЛФ та впливом Ро2 ІІ режиму на четверту добу культивування. Високий позитивний кореляційний зв’язок (r=0,85) був між дослідженими показниками при І режимі подачі газової суміші на 4-ту добу (рис. 4.2).


А, МО/л



24 год безперервно (І)




Ро2, мм рт. ст.



А, МО/л

8 год/добу × 3 доби = 24 год (ІІ)




Ро2, мм рт. ст.

Рис. 4.2. Кореляційні зв’язки між активністю лужної фосфатази у культуральній рідині клітин лінії 4BL людини та зниженням Ро2 у безперервному (І) та переривчастому (ІІ) режимах
Остеогенна диференціація клітин лінії 4BL людини, одним із маркерних показників якої є активність ЛФ, у разі зниженого Ро2 38 і 76 мм рт. ст. ІІ режиму, відбувалася на 25% повільніше, ніж в умовах атмосферного кисню (159 мм рт. ст.) на 4-ту добу культивування.

Активність ЛФ зростала із збільшенням концентрації кисню незалежно від режиму культивування. Отримані нами дані дозволяють зробити висновок про гальмування інтенсивності метаболізму і початку остеогенної диференціації МСК клітин лінії 4BL людини при знижені рівня Ро2.

Одним із можливих пояснень активації проліферації клітин при пониженій концентрації кисню може вважатися зниження окисного пошкодження клітин. Відомо, що підвищення концентрації кисню (гіпероксія) призводить до розвитку оксидативного стресу, збільшенню кількості розривів у ДНК, в тому числі і особливо в теломерній ДНК [231].

При прямому вимірюванні продукції активних форм кисню (АФК) в клітинах показано, що при зниженні концентрації кисню в клітинах збільшується продукція супероксид-аніону і перекису водню [84, 89]. Показано, що одним із наслідків гіпоксії-реоксигенації міокарду є зміни прооксидантно-антиоксидантного балансу клітин завдяки посиленому утворенню і накопиченню АФК, що призводило до ремоделювання структурних компонентів та геному клітин, змін у метаболічних та регуляторних процесах [97]. Відомо, що за умов гіпоксії головним внутрішньоклітинним джерелом генерації активних кисневих радикалів є дихальний ланцюг мітохондрій [220]. Мітохондрії відіграють особливо важливу інтегративну роль у біоенергетичних процесах, сигнальних, регуляторних та проліферативних шляхах клітин, їх відповідях на метаболічні зміни ті фізіологічні стреси, кисневій та субстратній чутливості, міжорганельних взаємодіях, апоптотичних процесах у міокарді, кардіопротекції тощо [220, 222].

Одним із важливих факторів життєдіяльності є окислювально-відновний потенціал (редокс-потенціал) середовища культивування. Цей потенціал відображає доступність (недоступність) електронів в середовищі для різноманітних, в тому числі повністю оборотних окислювально-відновних реакцій. Особливий інтерес представляють реакції за участю цистеїну і метіоніну. Окиснення-відновлення цистеїну в більшості випадків проявляється як утворення-руйнування дисульфідних зв'язків. Цистеїнові залишки входять до складу активних центрів багатьох ферментів, вони забезпечуют зв'язування різних білкових субодиниць один з одним. В загальному вигляді утворення-руйнування дисульфідних зв'язків змінює конформацію білків, що неминуче веде до змін їх функцій [156]. Для проходження певних клітинних процесів, таких як проліферація, диференціювання, апоптоз, потрібні певні окислювально-відновні умови [155]. Оскільки кисень є окислювачем, то зниження його рівня, безумовно, повинно зрушувати редокс-потенціал середовища в бік відновлення. Пряме вимірювання показало, що при 3% О2 у розчині редокс-потенціал середовища знижується приблизно на 20мВ [14]. Автори хімічно (за допомогою відновника) знизили редокс-потенціал середовища культивування і вивчили, як це впливає на колонієутворення. В результаті проведених експериментів показано, що колонієутворення при додаванні 30 мкг/мл дитіотреілолу посилилося навіть більшою мірою, ніж при дії зниженої концентрації кисню. Підбір редокс-потенціалу середовища особливо важливий саме при клонуванні клітин. Клітини здатні ефективно регулювати редокс-потенціал середовища, поглинаючи і секретуючи цистеїн або цистин [135]. Це може бути одним із пояснень змін амінокислотного складу культуральної рідини клітин лінії 4BL людини, а саме фракції цистеїну і цистину в наших дослідженнях (див. 3.2.3, 3.3.3, 3.4.3 і 3.5.3).

Результати наших експериментів показали, що донор сірководню NaHS у досліджуваних концентраціях пригнічував проліферативну активність клітин лінії 4BL людини. Виявлено високий ступінь кореляції (r=0,96) між проліферацією і різною концентрацією NaHS. Таким чином, зниження вмісту екзогенного донора сірководню від 10-8 до 10-15 моль/л NaHS корелювало із зростанням кількості клітин. Максимальне збільшення чисельності клітин на 3-тю добу культивування було у контролі, вільного від додавання NaHS у живильне середовище (рис. 4.3).



N•103, клітин/мл




СNaHS, моль/л

Рис. 4.3. Лінійна кореляція між проліферацією клітин лінії 4BL людини та концентрацією донора сірководню NaHS на третю добу культивування. *р<0,05 – статистична вірогідність порівняно з контролем


Високий негативний кореляційний зв’язок (r=-0,84) був між активністю лужної фосфатази у культуральній рідині клітин лінії 4BL людини та різною концентрацією донора сірководню NaHS (рис. 4.4). Важливо зазначити дозозалежне зниження активності ЛФ. Таким чином, додавання NaHS у зростаючих концентраціях (від 10-15 до 10-8 моль/л) викликало гальмування остеогенної диференціації, одним із маркерних показників якої є зниження активності ЛФ [50].

А, МО/л




СNaHS, моль/л

Рис. 4.4. Кореляційні зв’язки між активністю лужної фосфатази у культуральній рідині та різною концентрацією донора сірководню NaHS на третю добу культивування
Проведені нами експерименти показали, що додавання 10-12 моль/л NаHS у живильне середовище при 21, 5, 3% О2 знижувало проліферацію як 3-добової так і 4-добової культури мезенхімальних стромальних клітин лінії 4BL людини. Понижений парціальний тиск кисню здатний посилювати гальмівний вплив H2S на проліферативну активність, про що свідчить високий кореляційний зв’язок (r=0,96) на 3-тю і (r=0,97) на 4-ту добу культивування (рис. 4.5, а).

Найвища активність ЛФ була у контрольній группі, що культивувалась у стандартних умовах СО2-інкубатора. При сумісній дії двох факторів відмічено спадання активності ЛФ, що корелювало зі зниженням концентрації О2 при додаванні 10-12 моль/л NаHS (рис. 4.5, б).




N•103, клітин/мл



А, МО/л
а

б
Рис. 4.5. Кореляційні зв’язки між проліферацією (а) і активності лужної фосфатази (б) у культуральній рідині клітин лінії 4BL людини та параметрами сумісного впливу донора сірководню 10-12 моль/л NaHS і концентрацією 3, 5, 21% О2. *р<0,05 – статистична вірогідність порівняно з контролем


Показано високу кореляцію (r=0,97) 3-добової і (r=0,99) 4-добової культури клітин лінії 4BL людини між активністю лужної фосфатази та параметрами сумісного впливу донора сірководню 10-12 моль/л NaHS і концентрацією 3, 5, 21% О2.

Механізми дії H2S мало вивчені і включають, за різними даними, систему аденілатциклази, АТФ-залежні К-канали та потенціал-залежні Са-канали L-типу в залежності від виду тварини [65, 157, 247]. Крім того, сірководень здійснює посттрансляційні модифікації білків, регулює експресію генів, які кодують сигнальні білки та транскрипційні фактори, а також бере участь у метаболічних реакціях, впливаючи на функціональний стан мітохондрій [65, 217, 188]. Екзогенним джерелом H2S в організмі тварин і людини є ентеробактеріальна флора, яка має спеціальну систему ензимів, що здійснює метаболізм сульфіду (S2-) в тіосульфат (S2O32-) і сульфат (SO42-). Метою цього процесу є захист мікрофлори кишечника від високих концентрацій сульфіду і запобігання потраплянню великої їх кількості в організм [177].

Під час ембріонального розвитку і регенерації тканин ключову роль у процесах проліферації і диференціювання різних типів стовбурових клітин і клітин-попередників грає не тільки молекулярна, але і біофізична сигналізація, тобто біоелектричні сигнали, які генеруються за участю іонних каналів, наявних в клітинній мембрані [17]. Одним із напрямків у вивченні біоелектричних сигнальних систем є контроль поведінки стовбурових клітин. Дослідження показують, що стовбурові клітини в недиференційованому стані демонструють унікальний профіль електро-фізіологічних характеристик мембрани [90, 145]. При диференціюванні і злитті міобластів потенціал їх мембрани змінюється від -10 до -70 mV (мембрана стає більш негативно зарядженою, або гіперполяризується) [17]. Sundelacruz S. із співавторами [223] охарактеризували зміни мембранного потенціалу (Vmem) мультипотентних мезенхімальних стромальних клітин (ММСК) кісткового мозку людини при їх диференціюванні в адипогенному і остеогенному напрямках, а також вивчили функціональний взаємозв'язок змін мембранного потенціалу і здатності клітин до диференціювання. З'ясувалося, що при диференціюванні ММСК їх мембранний потенціал знижується і відбувається гіперполяризація мембрани. Штучно викликана деполяризація клітинної мембрани за допомогою іонів К+ (концентрація в середовищі культивування була від 20 до 80 мМ) інгібувала адипогенну і остеогенну диференціацію ММСК. При цьому інгібування диференціювання було оборотним. ММСК, що диференціювалися в остеогенному напрямку, піддали дії речовин, що активують калієві АТФ-залежні канали: пінациділа і діазоксида. Ці речовини призводять до гіперполяризації мембран клітин. Через 7 діб після впливу гіперполяризуючих агентів була оцінена експресія маркерних генів остеогенної диференціації. Виявилося, що експресія цих генів підвищується: пінациділ різко підвищував експресію кісткового сіалопротеіна (приблизно в 2 рази) і практично не впливав на експресію гена лужної фосфатази. Діазоксид підвищував експресію обох генів в 2-4 рази. Ефект обох гіперполяризуючий агентів був дозозалежним – із збільшенням концентрацій агентів підвищувалася і експресія маркерних генів, досягаючи свого максимуму при Vmem = 10 mV [17, 223].

Таким чином, мембранний потенціал грає важливу роль при диференціюванні МСК. Можливо H2S робить свій внесок у цей процес, оскільки здатен інгібувати та активувати іонні канали мембрани.

На процеси життєдіяльності клітин лінії 4BL людини у наших експериментах впливав як знижений парціальний тиск кисню, так і сірководень. Основою життєдіяльності клітин є метаболізм, тобто обмін речовин. Тому було цікаво дослідити зміни концентрацій вільних амінокислот у культуральній рідині. Визначити, які АК поглинаються, а які виділяються у живильне середовище. За рахунок процесів обміну речовин можна пояснити зміни концентрації амінокислот у культуральній рідині клітин лінії 4BL людини з часом культивування. Спостерігали тенденцію, а іноді і вірогідне зниження усіх незамінних, та деяких фракцій замінних АК.

ММСК синтезують компоненти міжклітинної речовини (проколаген, ламінін, фібронектин, протеоглікани тощо), а також деякі фактори росту [21]. Попередник колагену – проколаген за допомогою секреторних гранул виводиться в міжклітинний простір. Тут молекули проколагену перетворюються в молекули тропоколагену, з яких складаються колагенові фібрили. Головною функцією колагенового волокна є формування й підтримка структури органів і тканин, для яких воно є каркасом. Особливе значення колаген (так само, як інший білок – еластин) має для підтримки пружності шкіри. Молекула колагену являє собою правозакручену спіраль з трьох α-ланцюгів. Для первинної структури білка характерний високий вміст гліцину (33,50%), проліну (11,82%), аланіну (10,93%), оксипроліну (9,21%) і аспарагінової кислоти (4,90%), а також низький вміст сірковмісних амінокислот і відсутність триптофану [60].

Необхідно підкреслити, що білковий обмін тісно інтегрований з обміном вуглеводів, ліпідів і нуклеїнових кислот через амінокислоти або α-кетокислоти (α-кетоглутарат, оксалоацетат і піруват). Так, аспарагінова кислота або аланін шляхом трансамінування оборотно перетворюються відповідно в оксалоацетат і піруват, які безпосередньо включаються до вуглеводного обміну.

Особливо дефіцитними для життєдіяльності клітин є лізин, метіонін і триптофан (незамінні амінокислоти). Зокрема, метіонін бере участь в обміні жирів, фосфатидів, ціанокобаламіну (вітаміну В12) та фолієвої кислоти [25].



Підсумовуючи усе вищесказане, можна дійти висновку, що використання штучних газових сумішей зі зниженим Ро2 38 і 76 мм рт. ст. переривчастого режиму (8 год/добу, 3 дні) вірогідно підвищує проліферативну активність клітин клітин лінії 4BL людини. Донор сірководню NaHS (10-8-10-15 моль/л) пригнічує проліферативну активність. Остеогенна диференціація МСК, одним із маркерних показників якої є активність ЛФ, у разі зниженого парціального тиску кисню (23, 38 і 76 мм рт. ст.) і додаванні NaHS у живильне середовище відбувалася повільніше, ніж в контрольній групі при стандартних умовах СО2-інкубатора. Понижений парціальний тиск кисню здатний посилювати гальмівний вплив H2S на проліферацію та інтенсивність метаболізму соматичних клітин лінії людини 4BL, тому культивування клітин при сумісній дії цих двох факторів не сприяє фізіологічному розмноженні клітин. При інкубації клітин лінії 4BL у газовому середовищі з 76 мм рт. ст. кисню на четверту добу культивування спостерігали статистично вірогідне зниження концентрації проліну і оксипроліну (на 21%), а також аланіну і глутаміну (на 12%) в культуральній рідині. Максимальну інтенсивність споживання амінокислот, необхідних для синтезу колагену спостерігали при концентрації кисню у газовій фазі культурального середовища 5% (38 мм рт. ст.). У культуральній рідині всіх дослідних груп клітин лінії 4BL людини під сумісним впливом зниженої концентрації кисню (5%, 3% О2) та донора сірководню (10-12 моль/л NаHS) вірогідно (р<0,05) підвищувалася концентрація трьох фракцій амінокислот: аргініну, гістидину і таурину; гліцину і метіоніну, а також аланіну і глутаміну. Концентрація цистеїну і цистину, серину і аспарагінової кислоти, валіну і триптофану, проліну і оксипроліну знизилася відносно контрольних значень. Це може свідчити про їхнє включення в процеси метаболізму клітин.

ВИСНОВКИ
У дисертаційній роботі наведено результати власних досліджень щодо впливу зниженого парціального тиску кисню та донора сірководню, як окремо так і сумісно, на проліферацію соматичних клітин людини лінії 4BL.


  1. Зниження парціального тиску кисню у середовищі інкубації до 38 і 76 мм рт. ст. у переривчастому режимі (по 8 год/добу, 3 доби) вірогідно збільшує (на 27 і 45%) кількість клітин лінії 4BL людини без змін типових морфологічних ознак, тобто стимулює їх проліферацію.

  2. Інкубація клітин людини лінії 4BL за умов більш різкого зниження парціального тиску кисню до 23 мм рт. ст. у безперервному режимі (24 год) гальмує їх проліферацію.

  3. Активність лужної фосфатази у культуральній рідині при Ро2 38 мм рт. ст. була нижчою (незалежно від режиму подачі газової суміші), ніж в умовах атмосферного повітря (159 мм рт. ст.), що може бути наслідком гальмування процесів дефосфорилювання за цих умов.

  4. В умовах як безперервного, так і переривчастого режиму подачі газової суміші зі зниженим Ро2 концентрація проліну і оксипроліну у культуральній рідині зменшувалась, що може свідчити про включення цих амінокислот у первинну структуру колагену.

  5. Як самостійна, так і сумісна дія донора сірководню та нестачі кисню пригнічує проліферацію клітин та знижує активність лужної фосфатази. Це може свідчити про інгібування даного ферменту і гальмування інтенсивності метаболізму клітин лінії 4BL людини. Коефіцієнт кореляції між кількістю клітин та концентрацією донора сірководню (10-8 – 10-15 моль/л NaHS) становив -0,96.

  6. Після сумісного впливу донора сірководню NaHS (10-12 моль/л) та 24-годинного зниженого Ро2 23, або 38 мм рт. ст. у культуральній рідині клітин лінії 4BL людини вірогідно зменшувалась концентрація цистеїну і цистину, серину і аспарагінової кислоти, валіну і триптофану, проліну і оксипроліну. Це може бути наслідком включення цих амінокислот у процеси метаболізму.

  7. Порівняння результатів дії двох різних режимів зниження Ро2 свідчить про більш інтенсивну стимуляцію проліферації за умов переривчастої дії нормобаричної гіпоксії 76 мм рт. ст.


CПИСОК ВИКОРИСТАНИХ ДЖЕРЕЛ


  1. Абатуров А.Е. Активированные кислородсодержащие метаболиты – компонент системы неспецифической защиты респираторного тракта / А.Е. Абатуров // Здоровье ребёнка. – 2009. – Т. 2, №17. – С. 120-125.

  2. Абрамочкин Д.В. Влияние сероводорода на электрическую активность предсердного миокарда крысы / Д.В. Абрамочкин, Л.С. Моисеенко, В.С. Кузьмин // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. – 2009. – Т. 147, № 6. – С. 617-620.

  3. Андреева Е.Р. Репаративный остеогенез при трансплантации мультипотентных стромальных клеток костного мозга, культивируемых при различном содержании кислорода / Е.Р. Андреева, Л.Б. Буравкова, В.И. Логинов, М.П. Валюшкина // Морфология. – 2011. – №1. – С. 81-85.

  4. Анискина А.И. Влияние аминокислот на клеточную пролиферацию и апоптоз в органотипической культуре тканей молодых и старых крыс / А.И. Анискина, Н.И. Чалисова, А.Н. Закуцкий, А.В. Комашня, С.В. Филиппов, П.Н. Зезюлин // Успехи геронтологии. – 2006. – Т. 19. – С. 55-59.

  5. Астахова В.С. Клонування стромальних клітин-попередників кісткового мозку людини за умов зниженого парціального тиску кисню / В.С. Астахова, В.Я. Березовський, Л.М. Панченко, І.А. Хасабова // Фізіол. журн. – 2001. – Т. 47, №1. – С. 40-44.

  6. Баскаков М.Б. Влияние сероводорода на сократительную активность гладкомышечных клеток аорты крысы / М.Б. Баскаков, С.В. Гусакова, А.С. Жолудева, Л.В. Смаглий, И.В. Ковалёв, Т.А. Вторушина, Д.С. Носов, К.В. Ерёменко, М.А. Медведев, С.Н. Орлов // Бюллетень сибирской медицины. – 2010. – №6. – С. 12-17.

  7. Березовский В.А. Природная и инструментальная оротерапия / В.А. Березовский. – Донецк: Издатель Заславский А.Ю., 2012. – 304 с.

  8. Березовский В.А. Физиологические предпосылки и механизмы нормализующего действия нормобарической гипоксии и оротерапии / В.А. Березовский, М.И. Левашов // Физиол. журн. – 1992. – Т. 38, №5. – С. 3-12.

  9. Березовський В.Я. Вплив зниженого РО2 на модуляцію остеодистрофії у щурів за різних статокінетичних умов / В.Я. Березовський, І.Г. Літовка, О.Г. Чака, П.В. Лахін // Фізіол. журн. – 2001. – Т. 47, №1 (частина 2). – С. 50-54.

  10. Бозо И.Я. «Фибробласт» – специализированная клетка или функциональное состояние клеток мезенхимного происхождения? / И.Я. Бозо, Р.В. Деев, Г.П. Пинаев // Цитология. – 2010. – Т. 52, № 2. – С. 99-109.

  11. Буравкова Л.Б. Роль кислорода как физиологического фактора в проявлении функциональных свойств мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток человека / Л.Б. Буравкова, Е.Р. Андреева, А.И. Григорьев // Физиология человека. – 2012. – Т. 38, №4. – С. 121-130.

  12. Буравкова Л.Б. Репаративный остеогенез при трансплантации мультипотентных стромальных клеток костного мозга, культивируемых при различном содержании кислорода / Л.Б. Буравкова, М.П. Валюшкина, Е.Р. Андреева, В.И. Логинов // Морфология. – 2011. – Т. 139, № 1. – С. 81-85.

  13. Буравкова Л.Б. Характеристика мезенхимных стромальных клеток из липоаспирата человека, культивируемых при пониженном содержании кислорода / Л.Б. Буравкова, О.С. Гринаковская, Е.Р. Андреева, А.П. Жамбалова, М.П. Козионова // Цитология. – 2009. – Т. 51, №1. – С. 5-11.

  14. Бурнаевский Н.С. Влияние парциального давления кислорода на эффективность колониеобразования и дифференцировки мезенхимальных стромальных клеток человека, полученных из различных источников / Н.С. Бурнаевский, Х.С. Вишнякова, А.В. Сафенина, Д.В. Рыбалко, К.В. Попов // Клеточная трансплантология и тканевая инженерия. – 2010. – Т. 5, №4. – С. 24-30.

  15. Валюшкина М.П. Влияние содержания О2 в среде на мультипотентные мезенхимальные клетки-предшественники костного мозга разновозрастных крыс / М.П. Валюшкина, Л.Б. Буравкова // Медицинский академический журнал. – 2012. – №3. – С. 57-59.

  16. Вараксин А.А. Сероводород как регулятор системных функций у позвоночных / А.А. Вараксин, Е.В. Пущина // Нейрофизиология. – 2011. – Т. 43, № 1. – С. 73-84.

  17. Григорян А.С. Мембранный потенциал играет важную роль в дифференцировке ММСК / А.С. Григорян // Клеточная трансплантология и тканевая инженерия. – 2008. – Т. 4, №1. – С. 24-27.

  18. Гринаковская О.С. Пониженное содержание О2 замедляет коммитирование культивируемых мезенхимальных стромальных клеток-предшественников из жировой ткани в ответ на остеогенные стимулы / О.С. Гринаковская, Е.Р. Андреева, Л.Б. Буравкова, Ю.В. Рылова, Г.Ю. Косовский // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. – 2009. – № 6. – С. 704-707.

  19. Досон P. Справочник биохимика / Р. Досон, Д. Элиот, У. Элиот, К. Джонс. – М.: Мир, 1991. – 544 с.

  20. Егоров Е.Е. Действие кислорода на культуры фибробластов человека / Е.Е. Егоров, М.В. Молдавер, Х.С. Вишнякова, С.М. Терехов, A.B. Зеленин // Биологические мембраны. – 2005. – Т. 22. – С. 43-51.

  21. Жамбалова А.П. Влияние пониженного содержания кислорода на дифференцировку мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток костного мозга человека

    Поділіться з Вашими друзьями:
1   2   3   4   5   6   7   8


База даних захищена авторським правом ©divovo.in.ua 2017
звернутися до адміністрації

войти | регистрация
    Головна сторінка


загрузить материал